文档介绍：实验动物学实验报告
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实验一：小鼠实验
一、 实验目的
1、 掌握小鼠抓取、固定的基本方法；
2、 掌握小鼠的雌雄鉴别方法；
3、 掌握小鼠的标记方法；
4、 掌握小鼠的基本米血技术；
5、 掌握小鼠的常用给药方法；
6掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；
二、 实验材料
1、 实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；
2、 实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖
刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液； 2%水合***醛;
三、 实验内容及方法
1、 小鼠的抓取和固定
抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时， 用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉 直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验 动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、 小鼠的雌雄鉴别
雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见***开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生 殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和***之间有 一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和***之间长毛。
3、 小鼠的标记方法
1） 耳孔法
用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口， 左耳为十位，右耳为个位。
2） 剪趾法
适用于出生一周以内新生仔鼠；
3） 染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血
1）剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45 C温水中浸 泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去 1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取 血后，先用棉球压迫止血并立即用 6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结 一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交 替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取 〜，切割后用棉球压 迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血， 进行血 常规检查。
2） 眼眶后静脉丛取血
当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。 用左手固定鼠，尽量捏 紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难， 使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁 向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2〜3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持 水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后， 拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血 〜。
3） 心脏取血
动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在 左侧第3〜4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有 4〜5号针头的注射器， 选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射 器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针 尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤 心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留 动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法
1） 经口给药：小鼠灌胃
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物 口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若 感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及 误入气管。一般当灌胃针插入小鼠
3~4cm，~1ml ;
2） 皮下注射给药
皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然 后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下， 把针头轻轻向左右摆动，易摆 动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针 时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
3） 肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于 油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠，另一人用左手 抓 住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90。角迅速插入1/4, 注入药液 。
4） 腹腔注射给药
左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将 针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针 3nm左右，接
着使 注射针头与皮肤呈45。角